Рост и развитие пыльцевой трубки можжевельника обыкновенного (Juniperus communis): роль ядра клетки трубки
DOI:
https://doi.org/10.37482/0536-1036-2020-2-20-34Ключевые слова:
можжевельник, пыльцевая трубка, ядро клетки трубки, инфракрасная спектрометрия, дейтерий, ферментативный гидролизАннотация
Предпринята попытка на примере можжевельника обыкновенного выяснить функциональное значение ядра клетки трубки и его связь со структурами пыльцевой трубки у голосеменных растений. Пыльцевые трубки можжевельника в культуре in vitro изучались методами световой микроскопии (проходящий свет, флуоресценция) и инфракрасной Фурье-спектроскопии. Дано краткое описание процесса роста и развития пыльцевых трубок можжевельника. Опыты по ферментативному разрушению стенки пыльцевой трубки позволили выявить взаимосвязь генеративного ядра с протопластом, ассоциированным с ядром клетки трубки. Установлено, что генеративное ядро довольно прочно связано с протопластом ядра клетки трубки силой поверхностного натяжения внутренних мембран. Доказано, что протопласт и оба ядра некоторое время сохраняют нативность вне тела трубки после лизиса ее кончика. Однако ни генеративное ядро, ни ядро клетки трубки не могут самостоятельно функционировать вне протопласта пыльцевой трубки. Микрофибриллы актинового цитоскелета распределены во внутреннем объеме трубки неравномерно, бо́льшая их часть сконцентрирована в центральной части трубки и ассоциирована с ядром клетки трубки и протопластом. в составе пластид преобладают лейкопласты, в основном это амилопласты, бо́льшая часть которых сконцентрирована вокруг ядра клетки трубки. Протопласт содержит бо́льшое количество митохондрий. Лизосомы распределены по всему объему пыльцевой трубки более или менее равномерно, однако значительная их часть, особенно у активно растущих трубок, скапливается вокруг ядра клетки трубки и вблизи кончика трубки. Использование в качестве маркера дейтерия позволило установить последовательность синтеза и локализацию синтезируемых веществ в процессе роста пыльцевой трубки. Повышенное содержание дейтерия наблюдалось в зоне протопласта, ассоциированного с ядром клетки трубки. На основе новых экспериментальных данных высказано предположение, что, возможно, ядро клетки трубки контролирует синтез органических веществ и их распределение в теле трубки. Вероятно, ядро клетки трубки способствует ее полярному росту и ориентирует во времени и пространстве рост кончика трубки in vivo.
Для цитирования: Сурсо М.В., Чухчин Д.Г. Рост и развитие пыльцевой трубки можжевельника обыкновенного (Juniperus communis): роль ядра клетки трубки // Изв. вузов. лесн. журн. 2020. № 2. с. 20–34. DOI: 10.37482/0536-1036-2020-2-20-34
Финансирование: Работа выполнена при поддержке РФФИ, проект № 18-04-00056. Образцы пыльцы собраны при проведении экспедиционных работ в рамках ФНИР по государственному заданию ФИЦКИА РАн (тема №0409-2019-0039), № гос. регистрации – АААА-А18-118011690221-0.
Благодарность: Исследования проведены с использованием оборудования ЦКП НО «Арктика» Северного (Арктического) федерального университета им. М.В. Ломоносова.
Скачивания
Библиографические ссылки
Bağcioğlu M., Kohler A., Seifert S., Kneipp J., Zimmermann B. Monitoring of Plant–Environment Interactions by High-Throughput FTIR Spectroscopy of Pollen. Methods in Ecology and Evolution, 2017, no. 8, iss. 7, pp. 870–880. DOI: 10.1111/2041-210X.12697
Battey N.H., James N.C., Greenland A.J., Brownlee C. Exocytosis and Endocytosis. The Plant Cell, 1999, vol. 11, pp. 643–659. DOI: 10.1105/tpc.11.4.643
Buta E., Cantor M., Ştefan R., Pop R., Mitre I., Buta M., Sestraș R.E. FT-IR Characterization of Pollen Biochemistry, Viability, and Germination Capacity in Saintpaulia
H. Wendl. Genotypes. Journal of Spectroscopy, 2015, vol. 2015, art. 706370. 7 p. DOI:10.1155/2015/706370
Camacho L., Malhó R. Endo/Exocytosis in the Pollen Tube Apex is Differentially Regulated by Ca2+ and GTPases. Journal of Experimental Botany, 2003, no. 54, iss. 380, pp. 83–92. DOI:10.1093/jxb/erg043
Chen T., Wu X., Chen Y., Li X., Huang M., Zheng M., Baluška F., Šamaj J., Lin J. Combined Proteomic and Cytological Analysis of Ca2+-Calmodulin Regulation in Picea meyeri Pollen Tube Growth. Plant Physiology, 2009, vol. 149, pp. 1111–1126. DOI: 10.1104/pp.108.127514
Chen Y., Chen T., Shen S., Zheng M., Guo Y., Lin J., Baluška F., Šamaj J. Differential Display Proteomic Analysis of Picea meyeri Pollen Germination and Pollen-Tube Growth after Inhibition of Actin Polymerization by Latrunculin B. The Plant Journal, 2006, vol. 47, iss. 2, pp. 174–195. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2006.02783.x
Chichiriccò G., Pacini E. Cupressus arizonica Pollen Wall Zonation and in vitro Hydration. Plant Systematics and Evolution, 2008, vol. 270, iss. 3-4, pp. 231–242. DOI: 10.1007/s00606-007-0610-6
Chichiriccò G., Spanò L., Torraca G., Tartarini A. Hydration, Sporoderm Breaking and Germination of Cupressus arizonica Pollen. Plant Biology, 2009, vol. 11, iss. 3, pp. 359–368. DOI: 10.1111/j.1438-8677.2008.00134.x
Depciuch J., Kasprzuk I., Drzymała E., Parlinska-Wojtan M. Identification of Birch Pollen Species Using FTIR Spectroscopy. Aerobiologia, 2018, vol. 34, iss. 4, pp. 525–538. DOI: 10.1007/s10453-018-9528-4
Diavanshir K., Fechner G.H. Pollen Germination and Pollen Tube Growth of Juniperus from Autumn and Winter Collections. Silvae Genetica, 1975, vol. 24, iss. 1, pp. 26–29.
Duhoux E. Structural Growth of the Wall of the Pollen Grain of Juniperus communis (Cupressaceae), Growth in vitro during the Hydration Phase. Comptes Rendus Des Seanses
Hebdomadaires De LʼAcademie Des Sciences, 1972, vol. 274, no. 20, pp. 2767–2770.
Duhoux E. Formation of the Cell Wall of the Pollen Tube during Germination of Pollen in Juniperus communis Growth in vitro. Comptes Rendus Des Seanses Hebdomadaires De LʼAcademie Des Sciences, 1972, vol. 274, no. 24, pp. 3238–3241.
Duhoux E. The Division of the Reproductive Cell and the Release of Its Products in the Pollen Tubes of Juniperus communis and Cupressus arizonica. Revue Generale De Botanique, 1974, vol. 81, no. 962/963/964, pp. 193–204.
Duhoux E. Mechanism of Exine Rupture in Hydrated Taxoid Type of Pollen. Grana, 1982, vol. 21, iss. 1, pp. 1–7. DOI: 10.1080/00173138209427673
Feijó J.A., Malhó R., Pais M.S.S. A Cytochemical Study on the Role of ATPases during Pollen Germination in Agapanthus umbelatus Lʼher. Sexual Plant Reproduction, 1992, vol. 5, iss. 2, pp. 138–145. DOI: 10.1007/BF00194873
Feijó J.A., Sainhas J., Hackett G.R., Kunkel J.G., Hepler P.K. Growing Pollen Tubes Possess a Constitutive Alkaline Band in the Clear Zone and a Growth-Dependent Acidic Tip. Journal of Cell Biology, 1999, vol. 144, no. 3, pp. 483–496. DOI: 10.1083/jcb.144.3.483
Fernando D.D., Lazzaro M.D., Owens J.N. Growth and Development of Conifer Pollen Tubes. Sexual Plant Reproduction, 2005, vol. 18, iss. 4, pp. 149–162. DOI: 10.1007/s00497-005-0008-y
Geitmann A., Snowman B.N., Emons A.M.C., Franklin-Tong V.E. Alterations in the Actin Cytoskeleton of Pollen Tubes are Induced by the Self-Incompatibility Reaction in Papaver rhoeas. The Plant Cell, 2000, vol. 12, pp. 1239–1251. DOI: 10.1105/tpc.12.7.1239
Holdaway-Clarke T.L., Hepler P.K. Control of Pollen Tube Growth: Role of Ion Gradients and Fluxes. New Phytologist, 2003, vol. 159, iss. 3, pp. 539–563. DOI: 10.1046/j.1469-8137.2003.00847.x
Justus C.D., Anderhang P., Goins J.L., Lazzaro M.D. Microtubules and Microfilaments Coordinate to Direct a Fountain Streaming Pattern in Elongating Conifer Pollen Tube Tips. Planta, 2004, vol. 219, iss. 1, pp. 103–109. DOI: 10.1007/s00425-003-1193-2
Malho R., Read N.D., Trewavas A.J., Pais M.S. Calcium Channel Activity during Pollen Tube Growth and Reorientation. The Plant Cell, 1995, vol. 7, pp. 1173–1184. DOI:10.1105/tpc.7.8.1173
Mascarenhas J.P. Molecular Mechanisms of Pollen Tube Growth and Differentiation. The Plant Cell, 1993, vol. 5, pp. 1303–1314. DOI: 10.1105/tpc.5.10.1303
Messerli M.A., Robinson K.R. Ionic and Osmotic Disruptions of the Lily Pollen Tube Oscillator: Testing Proposed Models. Planta, 2003, vol. 217, iss. 1, pp. 147–157. DOI: 10.1007/s00425-003-0972-0
Moscatelli A., Cresti M. Pollen Germination and Pollen Tube Growth. Current Trends in the Embryology of Angiosperms. Ed. by S.S. Bhojwani, W.-Y. Soh. Dordrecht, Springer, 2001, pp. 33–65. DOI: 10.1007/978-94-017-1203-3_3
Moutinho A., Love J., Trewavas A.J., Malhó R. Distribution of Calmodulin Protein and mRNA in Growing Pollen Tubes. Sexual Plant Reproduction, 1998, vol. 11, iss. 3, pp. 131–139. DOI: 10.1007/s004970050130
Pappas C.S., Tarantilis P.A., Harizanis P.C., Polissiou M.G. New Method for Pollen Identification by FT-IR Spectroscopy. Applied Spectroscopy, 2003, vol. 57, iss. 1, pp. 23–27. DOI: 10.1366/000370203321165160
Parre E., Geitmann A. Pectin and the Role of the Physical Properties of the Cell Wall in Pollen Tube Growth of Solanum chacoense. Planta, 2005, vol. 220, iss. 4, pp. 582– 592. DOI: 10.1007/s00425-004-1368-5
Parton R.M., Fisher-Parton S., Watahiki M.K., Trewavas A.J. Dynamics of the Apical Vesicle Accumulation and the Rate of Growth are Related in Individual Pollen Tubes. Journal of Cell Science, 2001, vol. 114, iss. 14, pp. 2685–2695.
Šamaj J., Baluška F., Voigt B., Schlicht M., Volkmann D., Menzel D. Endocytosis, Actin Cytoskeleton, and Signaling. Plant Physiology, 2004, vol. 135, pp. 1150–1161. DOI:10.1104/pp.104.040683
Southworth D. Pollen Exine Substructure. III. Juniperus communis. Canadian Journal of Botany, 1986, vol. 64, iss. 5, pp. 983–987. DOI: 10.1139/b86-132
Southworth D. Sperm and Generative Cell. Current Trends in the Embryology of Angiosperms. Ed. by S.S. Bhojwani, W.Y. Soh. Dordrecht, Springer, 2001, pp. 17–32. DOI:10.1007/978-94-017-1203-3_2
Sowa S., Connor K.F. Biochemical Changes during Pollen Germination Measured in vivo by Infrared Spectroscopy. Plant Science, 1995, vol. 105, iss. 1, pp. 23–30. DOI: 10.1016/0168-9452(94)04036-G
Surso M. Pollination and Pollen Germination in Common Juniper (Juniperus communis: Cupressaceae). Arctic Environmental Research, 2018, vol. 18, no. 4, pp. 162–174. DOI: 10.3897/issn2541-8416.2018.18.4.162
Takaso T., Owens J.N. Significance of Exine Shedding in Cupressaceae-Type Pollen. Journal of Plant Research, 2008, vol. 121, iss. 1, art. 83. DOI: 10.1007/s10265-007-0135-7
Vidali L., McKenna S.T., Hepler P.K. Actin Polymerization is Necessary for Pollen Tube Growth. Molecular Biology of the Cell, 2017, vol. 12, no. 8, pp. 2534–2545. DOI: 10.1091/mbc.12.8.2534
Wang B.-Y., Su J.-R., Fernando D.D., Yang Z.-H., Zhang Z.-J., Chen X.-M., Zhang Y.-P. Development of the Male Reproductive Structures in Taxus yunnanensis. Plant Systematics and Evolution, 2008, vol. 276, iss. 1-2, art. 51. DOI: 10.1007/s00606-008-0079-y
Wang Q., Lu L., Wu X., Li Y., Lin J. Boron Influences Pollen Germination and Pollen Tube Growth in Picea meyeri. Tree Physiology, 2003, vol. 23, iss. 5, pp. 345–351. DOI: 10.1093/treephys/23.5.345
Wang X., Teng Y., Wang Q., Li X., Sheng X., Zheng M., Šamaj J., Baluška F., Lin J. Imaging of Dynamic Secretory Vesicles in Living Pollen Tubes of Picea meyeri Using Evanescent Wave Microscopy. Plant Physiology, 2006, vol. 141, pp. 1591–1603. DOI:10.1104/pp.106.080168
Wu X., Chen T., Zheng M., Chen Y., Teng N., Šamaj J., Baluška F., Lin J. Integrative Proteomic and Cytological Analysis of the Effects of Extracellular Ca2+ Influx on Pinus bungeana Pollen Tube Development. Journal of Proteome Research, 2008, vol. 7, pp. 4299–4312. DOI: 10.1021/pr800241u
Zhang L., Hao H., Wang Q., Fang K., Hou Z., Lin J. The Localization of Rac GTPase in Picea willsonii Pollen Tubes Implies Roles in Tube Growth and the Movement of the Tube Nucleus and Sperm Cells. Plant Science, 2007, vol. 172, iss. 6, pp. 1210–1217. DOI: 10.1016/j.plantsci.2007.02.011
Zimmermann B. Chemical Characterization and Identification of Pinaceae Pollen by Infrared Microspectroscopy. Planta, 2018, vol. 247, iss. 1, pp. 171–180. DOI: 10.1007/s00425-017-2774-9
